Sincronización de estro en cuyes (Cavia porcellus) mediante dos dosis de PGF2α y su efecto sobre parámetros reproductivos

  • Cornelio Rosales–Jaramillo Universidad de Cuenca, Facultad de Ciencias Agropecuarias, Grupo de Investigación en Cobayos. Cuenca, Ecuador
  • Guillermo Guevara Universidad de Cuenca, Facultad de Ciencias Agropecuarias, Grupo de Investigación en Cobayos. Cuenca, Ecuador
  • Pedro Nieto Universidad de Cuenca, Facultad de Ciencias Agropecuarias, Grupo de Investigación en Cobayos. Cuenca, Ecuador
  • José Atilio Aranguren–Méndez Universidad del Zulia, Facultad de Ciencias Veterinarias. Maracaibo, Venezuela
  • Diana Farfán–Patiño Universidad de Cuenca, Facultad de Ciencias Agropecuarias, Grupo de Investigación en Cobayos. Cuenca, Ecuador
  • Maribel Bermeo–Bacuilima Universidad de Cuenca, Facultad de Ciencias Agropecuarias. Cuenca, Ecuador
  • Anabel Guamán-Guallpa Universidad de Cuenca, Facultad de Ciencias Agropecuarias. Cuenca, Ecuador
Palabras clave: Camada, cobayo, hormonas, porcentaje de parición, reproducción asistida

Resumen

La biotecnología de la reproducción cada vez es más utilizada en la producción animal. El cuy (Cavia porcellus) originario de los Andes, ha incrementado su importancia como especie de interés zootécnico a nivel global debido a la alta calidad de su carne. Dentro de su producción, el manejo de la reproducción busca la optimización reproductiva basada en la sincronización del estro. La investigación planteó, generar un protocolo de sincronización y agrupamiento de estros en cuyes mediante el uso de dos dosis de PGF y evaluar el efecto sobre el porcentaje de parición (PP) y número de crías al parto (NCP). La investigación se realizó en la región sur del trópico andino del Ecuador. Se estructuraron cuatro tratamientos con ocho animales (449 g peso vivo y 3 meses de edad) distribuidos al azar, siendo: T0 sin PGF; T1, T2 y T3 con inyección de 0,04 mg de prostaglandina F intramuscular al día 0 y una segunda dosis igual al día 7, 9 y 11 en ese orden. La variable respuesta porcentaje de sincronización de estro (PSC) se determinó por la ausencia de membrana vaginal, para posterior empadre controlado por 3 días; PP y el NCP fue registrado post parto. Para los análisis estadísticos se aplicó las pruebas de ji–cuadrado y la prueba H de Kruskal–Wallis. Se encontró en T3 un 100 % de sincronización a las 48 horas y se obtuvo un PP de 87,5 % y un NCP de 2,6 (P<0,05), no se encontró efecto en T1 y T2. El uso de doble dosis de PGF (0,04 mg intramuscular) con intervalo de 11 días sincroniza y concentra los estros con un PP y NCP eficientes.

Descargas

La descarga de datos todavía no está disponible.

Citas

Cardona Iglesias JL, Portillo López PA, Carlosama Ojeda LD, Vargas Martínez JJ, Avellaneda Avellaneda Y, Burgos Paz WO, Patiño Burbano RE. Importancia de la alimentación en el sistema productivo del cuy [Internet]. Bogotá: Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (AGROSAVIA); 2020. 97 p. doi: https://doi.org/g82jnq DOI: https://doi.org/10.21930/agrosavia.manual.7403329

Navarrete Mera JF, Cartuche Macas LF, Cifuentes Castillo CA, Mora Uvidia JA. Estado actual de la caracterización de los Recursos Zoogenéticos en el Ecuador. Rev. CTU [Internet]. 2023; 10(2):64-77. doi: https://doi.org/g82jnr DOI: https://doi.org/10.26423/rctu.v10i2.755

Rosales–Jaramillo C, Román–Bravo R, Aranguren–Méndez J. Morfometría y faneróptica de subpoblaciones de cobayos (Cavia porcellus) nativos del altiplano sur ecuatoriano. Rev. Cient. FCV–LUZ [Internet]. 2021; 31(2):71-79. doi: https://doi.org/g82jns DOI: https://doi.org/10.52973/rcfcv-luz312.art4

Gonzáles–Figueroa H, Gonzáles Molfino HM. Biotecnología reproductiva: una alternativa para mejorar producción animal. Biotempo [Internet]. 2005 [consultado 18 Julio 2024]; 5:5-11. Disponible en: https://goo.su/ofmFbIt DOI: https://doi.org/10.31381/biotempo.v5i0.886

Blatchley F, Donovan B. Effect of intra–uterine foreign bodies and of prostaglandin administration on progesterone secretion during the oestrous cycle of the guinea–pig. J. Endocrinol. [Internet] 1976; 70(1):39-45. doi: https://doi.org/bb5xqj DOI: https://doi.org/10.1677/joe.0.0700039

Gutiérrez C. Manejo hormonal del ciclo estral. En: Galina C, Valencia J, editores. Reproduccción de los animales domésticos. 3rd ed. Ciudad de México: LIMUSA; 2008. p. 117-125.

Xu Z. Reproduction, events and management | Control of estrous cycles: synchronization of estrous. En: Fuquay JW, editor. Encyclopedia of Dairy Sciences. 2nd ed. [Internet]. Cambridge (EUA): Academic Press; 2016. p. 448-453. doi: https://doi.org/d3sqtf DOI: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-374407-4.00452-0

Bermeo Bacuilima MM, Guamán Guallpa AG. Evaluar la sincronización de celo con PG y su efecto estimado sobre la fertilidad y prolificidad en cobayas nativas. [tesis de pregrado en Internet]. Cuenca (Ecuador): Universidad de Cuenca; 2022 [consultado 13 Mar. 2024]. 67 p. Disponible en: https://goo.su/XbyUpmF

Kühnel W, Mendoza AS. Scanning electron microscope investigations on the vaginal epithelium of the guinea pig during the estrous cycle. Arch. Histol. Cytol. [Internet]. 1992; 55(Suppl.):205-210. doi: https://doi.org/fksb53 DOI: https://doi.org/10.1679/aohc.55.Suppl_205

Bland KP. Biphasic follicular growth in the guinea–pig oestrous cycle. J. Reprod. Fert. [Internet]. 1980; 60(1):73-76. doi: https://doi.org/d6tnh4 DOI: https://doi.org/10.1530/jrf.0.0600073

Brito Capallejas R. Fisiología de la reproducción animal con elementos de biotecnología. La Habana: Editorial Felix Varela; 2009. 238 p.

Lorenzo González PL, Reproducción en animales de laboratorio. En: García Sacrístan A, editor. Fisiología Veterinaria. Madrid: Editorial Tébar Flores; 2018. p. 1115-1127 p.

Menjón R, Marcial M, Jiménez M. Prostaglandinas, una herramienta que sigue mejorando la rentabilidad en las explotaciones. Repropig [Internet]. 2019 [consultado 25 May. 2024]; (3):1-9. Disponible en: https://goo.su/6TucAuN

Tso EC, Tam WH. The effect of continuous treatment with prostaglandin F-2α on oestrous cycle length and corpus luteum regression in hysterectomized guinea–pigs. Reproduction [Internet]. 1977; 50(2):335-336. doi: https://doi.org/bs667q DOI: https://doi.org/10.1530/jrf.0.0500335

Horton E, Poyser N. Elongation of oestrous cycle in the guinea–pig following subcutaneous or intra–uterine administration of indomethacin. Br. J. Pharmac. [Internet]. 1973; 49(1):98-105. doi: https://doi.org/g82jnt DOI: https://doi.org/10.1111/j.1476-5381.1973.tb08271.x

Grégoire A, Allard A, Huamán E, León S, Silva R, Buff S, Berard M, Joly T. Control of the estrous cycle in guinea–pig (Cavia porcellus). Theriogenology. [Internet]. 2012; 78(4):842-847. doi: https://doi.org/f346dv DOI: https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2012.03.034

Obregón D. Utilización de dos metodos de sincronizacion de celos en cuyas multiparas. [tesis de pregrado en Internet]. Riobamba–Chimborazo (Ecuador): Escuela Superior Politécnica de Chimborazo [Internet]; 2009 [consultado 10 Abr, 2024]. 82 p. Disponible en: https://goo.su/OoKLkl

Oñate C. Evaluación de dos métodos de sincronización del estro en cuyes. [tesis de pregrado en Internet]. Riobamba–Chimborazo (Ecuador): Escuela Superior Politécnica de Chimborazo [Internet]; 2008 [consultado 10 Abr. 2024]. 41 p. Disponible en: https://goo.su/YIe8eHO

Salinas M. Crianza y comercialización de cuyes. Lima (Perú): Ripalme; 2002. 136 p.

Coussin F, Scott RH, Nixon GF. Sphingosine 1-phosphate induces CREB activation in rat cerebral artery via a protein kinase C–mediated inhibition of voltage–gated K+ channels. Biochem. Pharmacol. [Internet]. 2003; 66(9):1861-1870. doi: https://doi.org/cbzhxb DOI: https://doi.org/10.1016/S0006-2952(03)00546-X

Zhou H, Murthy KS. Distinctive G protein–dependent signaling in smooth muscle by sphingosine 1-phosphate receptors S1P1 and S1P2. Am. J. Physiol. Cell Physiol. [Internet]. 2004; 286(5):C1130-C1138. doi: https://doi.org/dvg2xv DOI: https://doi.org/10.1152/ajpcell.00429.2003

Strauss JF, Stambaugh RL. Induction of 20α–hydroxysteroid dehydrogenase in rat corpora lutea of pregnancy by prostaglandin F2α 1. Prostaglandins [Internet]. 1974; 5(1):73-85. doi: https://doi.org/cpx432 DOI: https://doi.org/10.1016/S0090-6980(74)80134-6

Olivera M, Tarazona A, Ruíz T, Giraldo C. Vías implicadas en la luteólisis bovina. Rev. Colomb. Cienc. Pecu. [Internet]. 2007; 20(3):387-393. doi: https://doi.org/n3gc DOI: https://doi.org/10.17533/udea.rccp.324156

Behrman HR, Grinwich DL, Hichens M. Studies on the mechanism of PGF2alpha and gonadotropin interactions on LH receptor function in corpora lutea during luteolysis. Adv. Prostaglandin Thromboxane Res. 1976; 2:655-666. PMID: 185887.

Stocco CO, Chedrese J, Deis RP. Luteal expression of cytochrome P450 side–chain cleavage, steroidogenic acute regulatory protein, 3β–hydroxysteroid dehydrogenase, and 20α–hydroxysteroid dehydrogenase genes in late pregnant rats: Effect of luteinizing hormone and RU486. Biol. Reprod. [Internet]. 2001; 65(4):1114-1119. doi: https://doi.org/fhf84c DOI: https://doi.org/10.1095/biolreprod65.4.1114

Stocco C. In Vivo and in Vitro Inhibition of cyp19 gene expression by prostaglandin F2α in murine luteal cells: Implication of GATA-4. Endocrinology [Internet]. 2004; 145(11):4957-4966. doi: https://doi.org/dxxknd DOI: https://doi.org/10.1210/en.2004-0625

Chiappe M. Bases fisiológicas de la reproducción en la hembra. En: García Sacrístan A, editor. Fisiología Veterinaria. Madrid: Editorial Tébar Flores; 2018. p. 961-977.

Lilley KG, Epping RJ, Hafner LM. The guinea pig estrous cycle: correlation of vaginal impedance measurements with vaginal cytologic findings. Lab. Anim. Sci. [Internet]. 1997 [consultado 10 Abr. 2024]; 47(6):632-637. PMID: 9433700. Disponible en: https://goo.su/rrFRE5y

Aréchiga–Flores C, Cortés–Vidauri Z, Hernández–Briano P, Flores–Flores G, Rochín–Berumen F, Ruiz–Fernández E. Revisión: Función y regresión del cuerpo lúteo durante el ciclo estral de la vaca. Abanico Vet. [Internet]. 2019; 9:1-21. doi: https://doi.org/g6848s DOI: https://doi.org/10.21929/abavet2019.924

Garris D, Foreman D. Follicular growth and atresia during the last half of the luteal phase of the guinea pig estrous cycle: relation to serum progesterone and estradiol levels and utero–ovarian blood flow. Endocrinology [Internet]. 1984; 115(1):73-77. doi: https://doi.org/dpkq3j DOI: https://doi.org/10.1210/endo-115-1-73

Grégoire A, Joly E, Huamán Fuertes E, Silva Arce RM, León Trinidad S. Crioconservación de los recursos genéticos del cuy (Cavia porcellus): producción y congelación de embriones. Bull. Inst. Fr. Études Andin. [Internet]. 2010; 39(1):185-188. doi: https://doi.org/g82jnv DOI: https://doi.org/10.4000/bifea.2164

Pate JL. Luteolysis. En: Skinner MK, editor. Encyclopedia of Reproduction. 2nd ed. Vol. 2. [Internet]. Boston (EUA): Academic Press; 2018. p. 106-113. doi: https://doi.org/g82jnw DOI: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-801238-3.64397-0

Blatchley F, Donovan B. Luteolytic effect of prostaglandin in the guinea–pig. Nature. [Internet]. 1969; 221:1065-1066. doi: https://doi.org/btvzp7 DOI: https://doi.org/10.1038/2211065a0

Díaz Berrones H. Evaluación de dos métodos de sincronización de celo en cuyes (Cavia porcellus). [tesis de maestría en Internet]. Riobamba–Chimborazo (Ecuador): Escuela Superior Politécnica de Chimborazo Zootécnica [Internet]; 2008 [consultado 13 Mar. 2024]. 199 p. Disponible en: https://goo.su/LXea4Ye

Publicado
2025-01-22
Cómo citar
1.
Rosales–Jaramillo C, Guevara G, Nieto P, Aranguren–Méndez JA, Farfán–Patiño D, Bermeo–Bacuilima M, Guamán-Guallpa A. Sincronización de estro en cuyes (Cavia porcellus) mediante dos dosis de PGF2α y su efecto sobre parámetros reproductivos. Rev. Cient. FCV-LUZ [Internet]. 22 de enero de 2025 [citado 24 de febrero de 2025];35(1):6. Disponible en: https://produccioncientificaluz.org/index.php/cientifica/article/view/43332
Sección
Producción Animal