Ciencias Básicas Integradas

MULTICIENCIAS, Vol.16, Nº 2, 2016 (143-152)

ISSN: 1317-2255 (IMPRESO) / Dep. Legal pp 20002FA828 ISSN: 2477-9636 (DIGITAL) Dep. Legal ppi 201502ZU4642

Determinación de aloína en poblaciones de Aloe vera L.

(= Aloe barbadensis M.) del occidente de Venezuela

Tamara Molero1, Gretty Ettiene2 y Maribel Viloria1

1Facultad de Humanidades y Educación. Universidad del Zulia. Venezuela 2Facultad de Agronomía. Universidad del Zulia. Venezuela tamimol@hotmail.com; gettiene@fa.luz.edu.ve ; mari.viloria@gmail.com

Resumen

Las propiedades medicinales del Aloe vera se deben a la presencia de metabolitos se- cundarios, como la aloína. El objetivo de este trabajo fue determinar el contenido de aloína en poblaciones de Aloe vera del occidente de Venezuela. Se recolectaron plantas de Tamare, los Mayales y los Puertos de Altagracia del estado Zulia y de Caramón, Adaure, Cumarebo y Carazao del estado Falcón. La determinación se realizó empleando Cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) en fase reversa con detección ultra violeta (UV) y la extracción con etanol asistida con ultrasonido. Las plantas de los Puertos de Altagracia, presentaron mayor contenido y producción de aloína (44,37 %) (3,03g.100g-1), siendo estos valores estadísti- camente significativos (p<0,01). Los valores de aloína de las plantas de Caramón (42,36%) (1,23 g.100g-1), Cumarebo (40,05%) (1,23 g.100g-1), Adaure (36,17%) (1,47 g.100g-1) y

Carazao (30,84%) (1,01 g.100g-1), fueron altos en comparación con los reportados en otros países. El contenido de aloína de estas plantas resultan atractivos para programas de mejora- miento genético y para fines comerciales.

Palabras clave: Producción de aloína, Aloe, Venezuela

Recibido: 04-03-2016/ Aceptado: 02-06-2016

Aloin´s Determination in Populations of Aloe Vera L. (=Aloe barbadensis M.) In the Western Venezuela

Abstract

The medicinal properties of Aloe vera are due to the presence of secondary metabolites, such as aloin. The objective of this study was to determine the production of aloin in Aloe vera in the western Venezuela. Plants were collected from Tamare, Mayales and Puertos de Altagracia of Zulia state and Caramon, Adaure, Cumarebo and Carazao of Falcon state. The determination of aloin is carrier by using High performance liquid chromatography (HPLC) in reverse phase with UV detection and ultrasonic extraction with ethanol. The results indicated that plants from the Puertos de Altagracia, are presented higher concentration and production of aloin (44.37 %) (3.03g.100g-1); these values being statistically significant (p<0,01).The values found in plants of Caramon (42.36%) (1.23 g.100g-1), Cumarebo (40.05%) (1.23g.100g-1), Adaure (36.17%) (1.47g.100g-1) and Carazao (30.84%) (1.01g.100g-1), were also high in comparison with data from other countries. The content of aloin found in this plants are attractive for genetic impro- vement and commercial purposes.

Key words: aloin’s production; Aloe; Venezuela

Introducción

Diferentes especies del género Aloe se han utiliza- do durante tiempos inmemorables en el área médica para el tratamiento del estreñimiento, quemaduras, infecciones y dermatitis debido a que, tanto en las hojas como en el acíbar de la planta, se encuentran compuestos químicos deriva- dos de los procesos metabólicos primarios y secundarios que tienen propiedades medicinales. El principal com- puesto químico producido por Aloe vera L. es la aloína, el cual es considerado como el principio activo de la planta, de la cual deriva el nombre del género Aloe y ha sido empleado como un marcador taxonómico para las especies de este género [31].

La aloína (10-C-ß-glucopiranósido de Aloe-emo- din-antrona) es un metabolito considerado como un C-heterósido (o también llamado glicósido antraquinó- nico) producto de la combinación de una antraquinona simple (genina) con un azúcar (glucosa). La aloína se extrae de fuentes naturales como una mezcla de dos diastereoisómeros, llamados aloína-A (también conoci- da como barbaloína) y aloína-B (o isobarbaloína) [4].

La principal función de la aloína en las plantas es servir como defensa para alejar a posibles depredadores por su olor y sabor desagradable. También parece inter- venir en el proceso de control de la evapotranspiración en condiciones de elevada insolación y sequía [33]

Existen más de 200 especies del género Aloe, pero solo tres de ellas son comercialmente importantes por su producción de compuestos químicos: Aloe ferox

M., Aloe perryi B. y Aloe vera L., conocida, ésta última como la sábila. En orden creciente, Aloe ferox contiene menor cantidad de aloína en un rango que va de 4,5 a 9%; seguidamente, Aloe perryi con 5,5 a 10% y final- mente, Aloe vera con un contenido de aloína de 20 a 24%, por lo cual es la más cultivada en Venezuela y el mundo (Lugo et al., 2005). Sin embargo, la concentra- ción de aloína en los tejidos de la planta puede variar se- gún la época de recolección y edad de las hojas [11], así como también por las condiciones agroclimáticas de la zona [28] y por la estructura genética de la planta [35].

La cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) se ha empleado frecuentemente para medir la concentración de aloína en el polvo del gel o en el ací- bar. Estos métodos permiten la separación simultánea de varios tipos de aloína. Independiente del tipo de estudio y objetivo de la investigación, se debe considerar que la concentración de estos compuestos es mucho mayor en el acíbar que en el gel [2]. En este sentido, Park et al. (1998) [24] aislaron 13 compuestos fenólicos de A. vera y A. arborescens por HPLC en fase reversa. De igual manera, Wan et al. (2010), publicaron una técnica para separar rápidamente los metabolitos isoaloeresina D y aloína a partir del extracto seco y crudo (gel) de A. vera. Se logró una pureza del 98,6% para isoaloeresina D y 99,5%, para aloína.

Diferentes estudios han permitido detectar varios tipos de antraquinonas de A. vera en muestras secas [37]; [26] o en productos procesados como alimentos, bebidas, cosméticos y medicamentos a través de HPLC

[41]; [5]; [14]. De igual manera, se han probado distin- tas modalidades de cromatografía para la detección de estos compuestos en el género Aloe, como es el caso de [17], quienes determinaron aloenina, barbaloina e isobarbaloina en A. vera y A. arborescens por croma- tografía electrocinética micelar (MEKC) y Verma et al (2005) [39], los cuales propusieron la cromatografía en contracorriente de alta velocidad (HSCCC), electrofo- resis capilar de zona y cromatografía de capa fina de alto rendimiento (HPTLC).

Antes de la separación cromatográfica, se requie- re la extracción del contenido de aloína de las muestras de sábila. En este sentido, los métodos de extracción con solventes orgánicos constituyen los procedimientos más empleados para la extracción de aloína. Con el fin de disminuir el volumen de solventes y aumentar la eficien- cia de extracción en matrices complejas, como la sábila, se ha incorporado la energía ultrasónica, la cual, acelera los procesos osmóticos y de difusión de las sustancias desde las matrices sólidas a las fases líquidas de extrac- ción [36]. Los solventes comúnmente empleados para la extracción de metabolitos secundarios como aloína son acetona, metanol y etanol [24]; [10].

A pesar de la utilidad del A. vera para la industria farmacéutica, cosmetológica y alimenticia basado en las propiedades que tienen sus metabolitos secundarios (MS), en Venezuela son muy escasos los estudios sobre su identificación y cuantificación en plantaciones silves- tres o comerciales y las pocas investigaciones realizadas sólo reportan la cantidad de aloína producida en cultivos comerciales del estado Falcón [20], [19]. Hasta la fecha no existe ningún otro registro a nivel nacional que infor- me acerca de la producción de aloína en otras zonas del país y menos aún comparaciones entre ellas, por lo que se hace necesario determinar el contenido de aloína en diferentes plantaciones del país. Por ello, en este trabajo se determinó la producción de aloína en poblaciones de Aloe vera L. del occidente del Venezuela.

Metodología

1. Obtención del material

   
   

   Se recolectaron diez plantas completas de la es- pecie A. vera en siete poblaciones de dos estados de Ve- nezuela ubicados en el occidente del país. En el estado Zulia se seleccionaron plantas de las poblaciones Tama- re (10°51′34″N 71°45′44″W), los Mayales (10°54′56″N 71°49′38″W) y Puertos de Altagracia (10°40′14″N 71°31′36″W), mientras que en el estado Falcón, las plantas se seleccionaron de las poblaciones de Cara- món (11°03′13″N69°45′07″W), Adaure (11°52′22″N 69°59′18″W), Cumarebo (11°29′16″N 69°21′08″W) y Carazao (11°14′26″N 70°06′08″W). La recolección se

   realizó entre los meses de enero a marzo del año 2014. En ambas zonas se eligieron plantas con buen vigor y estado sanitario, que tuviesen un mínimo de 15 hojas y una altura entre 35 a 40 cm. Estas plantas fueron lle- vadas al vivero de la Facultad de Humanidades de la Universidad del Zulia, estado Zulia, Venezuela, donde fueron sembradas en bolsas plásticas de 1 kg que con- tenían arena y abono orgánico en iguales proporcio- nes previamente desinfectado, con el objeto de lograr la propagación vegetativa.

   
   

2. Determinación de la producción de materia fresca, seca, concentración y producción de aloína

   Cada una de las plantas sembradas fue clonada y se tomaron tres hijuelos de cada una para un total de 30 plantas por cada población. Cuando estos hijuelos se convirtieron en plantas con 10 meses de edad, se pro- cedió a la determinación de la masa fresca, masa seca, concentración y producción de aloína.

   Para la determinación de la masa fresca, las plan- tas se limpiaron, retirando todos los materiales secos o marchitos y se pesaron en una balanza comercial (marca Caston). Seguidamente, toda la planta fue homogenei- zada en una licuadora (marca Halminton) y el contenido fue almacenado en bolsas herméticas en un congelador. De esta manera se midió la cantidad de antraquinonas producidas tanto en el gel como en el acíbar. El material fue llevado a liofilización (Labconco Lyph-Lock 6), du- rante 72 horas hasta lograr su completa deshidratación y la obtención del polvo o extracto de la planta. Este ex- tracto fue pesado para obtener el valor del masa seca y se empleó para la determinación del contenido de aloína.

3. Extracción de aloína

   
   

   La extracción de aloína de las muestras de sábi- la se realizó empleando extracción con solventes orgá- nicos asistida con ultrasonido según la metodología de Park et al., 1998. Para ello se tomó 0,5 g del material liofilizado, se agregó 15 mL de etanol (MERCK) y se llevó al ultrasonido (Elma LC 130 H) por 1 hora a 65°C, luego la suspensión se centrifugó (Sorvall GLC-2) por 10 min a una velocidad de 60 rpm. El sobrenadante se filtró y se concentró hasta un volumen de 2 mL, bajo flujo de N2, de la cual se tomó una alícuota de 20 µL para

   el análisis por HPLC.

4. Separación cromatográfica de aloína

   
   

   La separación cromatográfica de aloína en las muestras de sábila se realizó en un cromatógrafo líquido de alta resolución (SHIMADZU modelo 10A), equipa-

   
   

   do con un detector UV (SPD-10A), operado a 293 nm. Como fase móvil se empleó metanol/agua (50:50% v/v) a un flujo de 1,0 mL.min-1 y como fase estacionaria una columna ZORBAX SB-C18 (250 mm x 4,60 mm x

   µm de octadesilsilano). En la etapa de optimización, se

   evaluaron diferentes proporciones de metanol en agua

   (70:30%v/v, 35:65%v/v, 60:40%v/v y 50:50%v/v).

   Inicialmente, se preparó por pesada una solución stock de aloína en etanol, a partir de un estándar puro (SIGMA 97% de pureza) a una concentración de 1377,4 mg L-1. A partir de esta solución se prepararon por di- lución soluciones de aloína para construir la curva de calibración de aloína (10-10mgL-1), a partir de la cual se determinaron las concentraciones de aloína de las muestras de sábila.

   Se realizó un estudio de precisión del método en términos de repetibilidad y reproducibilidad. Para ello se realizaron cinco inyecciones consecutivas de solu- ciones de aloína a dos niveles de concentración (25 y 50 mg·L–1), el mismo día (repetibilidad) y en días dife- rentes (reproducibilidad), la precisión se expresó como desviación estándar relativa (RSD) de las áreas y los tiempos de retención de aloína.

   Para obtener el valor de la producción de aloína por planta se aplicó la siguiente fórmula: producción de aloína = concentración de aloína x masa seca/100.

5. Diseño experimental

Los resultados obtenidos se evaluaron aplican- do las técnicas de la estadística inferencial mediante análisis de varianza (ANOVA) y pruebas de medias de Tukey empleando el paquete estadístico SPSS versión 20 bajo ambiente Windows.

Resultados y Discusión

1.- Optimización de la técnica

Pese a que todos los procedimientos cromatográ- ficos para separar los componentes de una muestras tien- den a ser complementarios y a auxiliarse unos a otros, la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC), se destaca por ser un método sensible, específico, selectivo y reproducible, que se adapta fácilmente a las determi- naciones cuantitativas, con tiempos de análisis cortos, idóneo para la separación de especies no volátiles, de alto peso molecular, orgánicos e inorgánicos, iónicos o covalentes y, sobre todo, se aplica a sustancias que son de primordial interés en la industria. Por lo tanto, se le considera como una alternativa útil para el estudio y cuantificación de las antraquinonas presentes en las plantas del género Aloe [38].

La extracción de aloína con solventes orgánicos asistida por ultrasonido ha sido reportada por otros auto- res tales como Sánchez y Santa, (2009) [32] y Henwimol et al., (2006) [13] demostrando ser mucho más simple, rápida y eficaz que otros métodos convencionales (sox- hlet, reflujo y maceración) para extraer los compuestos orgánicos de los vegetales.

En la Tabla 1 se muestran los resultados de la optimización del flujo de corrida para las diferentes pro- porciones de metanol/agua.

Tabla 1: Optimización de separación de patrón de aloína

Fuente: Propia

Se realizaron modificaciones a la composición inicial de la fase móvil con la finalidad de obtener la selectividad adecuada. Con las tres primeras fases mó- viles evaluadas, no se obtuvo una separación óptima. Con la proporción de metanol/agua 50:50% v/v, a pesar de tener un tiempo de retención mayor (≈ 30 min) con respecto a las restantes fases móviles, se observaron pi- cos simétricos (pico gausiano) de mejor resolución en el tiempo correspondiente a la aloína, ya con las otras fases móviles, el pico que correspondía a la aloína se solapaba con picos desconocidos.

Este mismo método fue utilizado por Zonta et al. (1995)[41], sin embargo, Himesd et al. [14] (2011) y Wan et al. (2010) [40] emplearon como fase móvil me- tanol-ácido acético, sin encontrarse alguna diferencia en la corrida cromatográfica.

En la Figura 1 se muestra un cromatograma típico de la separación de un estándar de aloína por HPLC en fase reversa empleando como fase móvil metanol/agua (50:50% v/v).

Figura 1. Cromatograma típico de la separación de un estándar de aloína por HPLC en fase reversa y metanol/agua 50:50% v/v como fase móvil.

Fuente: Propia

Los valores de desviación estándar relativa (RSD) de los tiempos de retención variaron entre 1,31 y 2,40% para la repetibilidad y entre 2,72 y 4,75% para la re- producibilidad. Asimismo, los valores de RSD para las áreas de pico variaron entre 5,71 y 6,26% para la repe- tibilidad y entre 5,44 y 6,48% para la reproducibilidad.

Se presenta en la Figura 2 la curva de calibración de aloína, mostrando un alto coeficiente de determina- ción (R2) de 0,9967, para n=4 y una expresión de la línea recta: y=18105x-91958, indicando una alta corre- lación lineal, lo que permitió cuantificar adecuadamente el contenido de aloína en las plantas de sábila.

Una vez establecidas las condiciones de separa- ción con estándares puros se procedió a la determina- ción de aloína en las plantas de sábila. En la Figura 3 se muestra un cromatograma de la separación de aloína en un extracto etanólico, de una planta de sábila de la localidad de los Puertos de Altagracia, las cuales fueron las que presentaron mayores valores de concentración y producción de aloína.

Figura 2. Curva de calibración de aloína.

Fuente: Propia

Figura 3. Cromatograma HPLC en fase reversa del extrac- to etanólico de una muestra de Aloe vera de la localidad de los Puertos de Altagracia.

Fuente: Propia

2.- Determinación de aloína

En la Tabla 2 se muestran los resultados del análi- sis de varianza para la producción de masa fresca y seca, concentración y cantidad de aloína en plantas Aloe vera en las siete localidades en estudio.

Tabla 2. Producción de masa fresca y seca, concentración y producción de aloína en las plantas Aloe vera L. de diferentes localidades.

Valores con distintas letras en cada característica indican diferencias significativas según prueba de Tukey (p<0,01).

Fuente: Propia

El análisis estadístico de varianza para la masa fresca, mostró la formación de tres grupos, en la cual el primero de ellos (a) está integrado por las plantas de la localidad de los Puertos de Altagracia (368,42 g) que fueron las que presentaron mayores valores y en último lugar las plantas del grupo c correspondiente a la pobla- ciones de Cumarebo (190,56g), Carazao (193,45 g) y Adaure (204,90 g), que produjeron menor cantidad de materia fresca (Tabla 2).

En cuanto a producción de masa seca, se aprecia que, al igual que para masa fresca, existen tres grupos, donde el primero (a) está integrado por las plantas de las localidades de Los Puertos de Altagracia (6,85g) y los Mayales (7,20g); posteriormente, se observa el segundo grupo (b) integrado por las plantas de la localidad de Tamare (5,22 g) y por último el tercer grupo (c) inte- grado por las plantas provenientes de las localidades de Cumarebo (3,02 g), Carazao (3,41 g), Adaure (4,01g) y Caramón (4,03) (Tabla 2). Los resultados permiten in- dicar que las plantas provenientes de la localidad de los Mayales son las que poseen mayor promedio de masa seca, mientras que las plantas provenientes de Cumare- bo son las que poseen el menor valor.

Como puede notarse, las plantas de los Puertos de Altagracia son las que poseen mayor valor de masa fres- ca, sin embargo, no son las plantas que poseen el mayor valor de masa seca, sino las plantas de la localidad de los Mayales (municipio Guajira). [23] indican que cuando las plantas de sábila crecen a plena luz solar, producen mayor cantidad de masa seca total que los cultivados bajo sombra parcial o completamente sombreado. Por el contrario, las plantas que se desarrollan bajo luz solar parcial o completamente sombreado, aumentan el nú- mero y longitud de las hojas, pero la masa seca se reduce en más del 50%. Esta afirmación se ajusta a las condi- ciones de las localidades antes nombradas, debido a que en los Puertos de Altagracia se encuentra parcialmente sombreadas por otros arbustos y árboles de mayor tama- ño como las de los géneros Poponax, Capparis, Proso- pis, Platymiscium, Pithecolobium, entre otras [6]; [8], las cuales se ubican en los alrededores y dentro de plan- taciones de sábila, por lo que pudieran retener mayor cantidad de agua y por lo tanto presentar mayor masa fresca. En el caso de los Mayales, las plantas se encuen- tran expuestas a plena luz solar y la vegetación es baja y abierta caracterizada por cujíes, cactáceas columnares y tunas [6]; [8]. Esto explicaría la mayor cantidad de masa seca que acumulan estas plantas. La misma situación se aplica a las plantas de la localidad de Tamare.

Para los valores de concentración de aloína, los resultados estadísticos definieron cinco grupos, en el cual el primer grupo (a), son las que presenta mayor con- centración de aloína, integrado por las plantas de la lo- calidad de Los Puertos de Altagracia (44,37 %), seguido

de las plantas provenientes de Caramón (42,36%) y de Cumarebo (40,05%). El último grupo (e) está formado por las plantas de la localidad de los Mayales (14,06%) que poseen la menor concentración de aloína (Tabla 2). En la Tabla 2 también se aprecia el análisis de va- rianza para la producción de aloína en las plantas de A. vera en las diferentes localidades en estudio. Este análi- sis señala que las plantas que produjeron la mayor can- tidad de aloína fueron las provenientes de la localidad de los Puertos de Altagracia (3,03 g/100g) y la menor cantidad correspondió a las plantas provenientes de la

localidad de los Mayales (1 g/100g).

De acuerdo a los resultados expuestos en la Tabla 2 se puede afirmar que no existe una relación directa entre el peso de la planta y la cantidad de aloína producida, ya que las plantas de la localidad de los Puertos de Altagra- cia presentaron el mayor valor de masa fresca (368,42g) y concentración de aloína (44,97%), en las plantas pro- cedentes de Cumarebo ocurrió todo lo contrario, es de- cir, presentaron el menor valor de masa fresca (190,56g) pero una concentración alta de aloína (40,05%).

Se han realizado numerosos estudios para cono- cer las causas que favorecen la producción de antraqui- nonas en A. vera. [15] indica que el estrés ambiental de las zonas áridas producido por las altas temperaturas, la elevada radiación solar y la escasez de humedad induce a la producción de estos compuestos fenólicos. De igual manera, Martínez et al. (2013) [21] afirmaron que la ca- lidad de los nutrientes y el pH del suelo, la intensidad de luz UV, el fotoperíodo y presencia de patógenos en el acíbar puede afectar la producción de antraquinonas. Por su lado, Fuentes et al. (2006) [9] y Hazrati et al. (2012) [12] demostraron que la baja disponibilidad de nitrógeno, fosforo y potasio en los suelos áridos, afecta la obtención de estas sustancias. Finalmente, Sing et al. (2009) [35] y Jayakrishna et al. (2011) [16] indican que la propiedad de las plantas de sábila de producir sus me- tabolitos secundarios (MS) está determinada por su ge- noma, lo que hace que una planta pueda producir mayor cantidad y variedad de productos que otra.

En consecuencia, para analizar los resultados de este estudio, conviene considerar tres factores que son de importancia: las características climáticas de las zo- nas en estudio, los suelos de cada región y la estructura genética de las plantas.

Para abarcar el primer y segundo aspecto, se con- siderará los trabajos de Ewel y Madrid (1976) [6 ] y Silva (2010) [34], donde se describen las características ecológicas y climáticas de cada una de las localidades de muestreo, el primer autor basado en la vegetación repre- sentativa y el segundo basado en las temperaturas y las precipitaciones anuales. De esta manera, las poblaciones de Adaure y Carazao corresponden a un monte espinoso tropical con clima cálido y seco, debido a que presenta

suelos desérticos y erosionados que se extienden desde el nivel de mar hasta 200m. Las temperaturas medias anuales son superiores a 24°C y con precipitaciones que oscilan entre 250 y 500 mm anuales, con nueve meses secos y tres de estación lluviosa. Juegan un importante papel los vientos alisios que cruzan estas localidades de manera directa, desecando la humedad del ambiente.

Las condiciones climáticas de las poblaciones de los Puertos de Altagracia, Los Mayales, Tamare y Cuma- rebo corresponden a bosque muy seco tropical con clima cálido y seco, caracterizado por presentar una tempera- tura media anual entre 23°C y 29°C, humedad relativa promedio del 79% y una precipitación anual entre 500 y 1000 mm. Las lluvias se presentan entre los meses de ju- lio hasta noviembre. Finalmente el clima de la localidad de Caramón es clasificado como un bosque seco pre- montano, con precipitaciones anuales entre 550 a 1100 mm año y una temperatura media entre 18 y 24°C. Las áreas de éste clima incluyen pequeñas montañas con elevaciones entre 500 a1500 m.s.n.m. y la estación seca se presenta en los seis primeros meses de año.

Los suelos en las zonas áridas y semiáridas, tí- picamente, presentan un contenido bajo de materia or- gánica, sin embargo, el contenido de agua es un factor dominante en la regulación de las actividades biológicas y consecuentemente en el contenido de materia orgánica en estas regiones, lo cual influye sobre las caracterís- ticas físicas, químicas y biológicas del suelo. En este trabajo se pudo observar que las plantas con mayor contenido de aloína provienen de zonas donde las pre- cipitaciones son mayores (entre 500 a 1100 mm/año) en comparación con las otras zonas. La humedad relativa y la pluviosidad que caracteriza a las zonas de Caramón, Cumarebo y los Puertos de Altagracia, favorecen un ma- yor desarrollo de la vegetación, lo que se traduce en la acumulación de material orgánica en el suelo [1] y con ello, mayor disponibilidad de nutrientes. Molero et al. (2013) [22] y Rodríguez et al. (2009) [29,] indicaron que estos suelos poseen un mayor porcentaje de materia orgánica (20 a 35%) con respecto a otras regiones áridas y semiáridas del país y este hecho hace que haya mayor retención de agua y mejore la cantidad y calidad de nu- trientes que se encuentran disponibles para las plantas. Estudios han demostrado que cuando los suelos donde se siembra la sábila se fertilizan con nitrógeno, se logra aumentar la cantidad de aloína producida en la planta [12]. Por lo tanto, es posible que la mayor concentración y producción de aloína en las plantas de estas zonas, se deba a una mayor acumulación de nutrientes orgánicos en estos suelos.

La producción de aloína de las plantas provenien- tes de las localidades de Adaure (36,17%) y Carazao (30,84%) también son significativas, pese a que sus sue- los son pobres en nitrógeno, carbono y materia orgánica,

pero poseen mayor concentración de hierro, manganeso y zinc en comparación a otros suelos áridos. Estos sue- los son relativamente alcalinos y no tienen problemas de salinización con sodio y cloro [1].

En el caso de las plantas provenientes de los Ma- yales y Tamare, Cuencas (1995) [3] comenta que estos suelos presentan una reacción ligeramente ácida (pH = 4,6 - 6,6) y poseen problemas de acumulación de sales solubles que limitan la producción de cultivos no tole- rantes. Más del 90% de los suelos presentan bajo con- tenido de materia orgánica y su fertilidad se sitúa en las categorías baja y media. Como puede observarse, las ca- racterísticas de estos suelos son contrarias a las encon- tradas en las localidades antes mencionadas, lo que po- dría limitar la producción de MS en estas plantas. Estos resultados coinciden con lo encontrado por Franco-Sa- lazar et al. (2014) [7] y Rahami-Dehgolan et al. (2012)

[27] quienes indicaron que el contenido de aloína en A. vera disminuye a medida que aumenta la concentración salina de Na+ y Cl- en el suelo.

Otro factor que podría estar influyendo en la pro- ducción de aloína, es la propia constitución genética de la planta. Como se ha visto, el clima y el suelo de cada zona muestreada presentan sus particularidades a las cuales tienen que adaptarse las plantas. Sepúlveda-Jimé- nez et al. (2003) [33] indican que los cambios en genes específicos que participan en la síntesis de las enzimas involucradas en la producción de los MS, donde se in- cluye la aloína, pudieron llevarse a efecto en función al proceso de adaptación de las plantas a su medio. Al- gunos estudios han evidenciado modificaciones en los genes que participan en la síntesis de MS implicados en la respuesta sistémica de la planta ante heridas y ataques de patógenos [30].

La concentración de aloína reportada para las plantaciones de sábila venezolanas oscilan entre 30 al 40%, llegando a ser más alta de acuerdo a la época del año [19]. Maldonado (2000) determinó el contenido de aloína en plantaciones de Aloe de los municipios Sucre y Colina del estado Falcón que corresponden a las po- blaciones de Caramón y Cumarebo respectivamente, y encontró que las concentraciones de aloína en el acíbar oscilaron entre 16,68 y 47,43%, siendo en los meses de abril y julio donde se observaron los mayores valores. Las concentraciones encontradas en las plantas de las localidades de los Puertos de Altagracia, Caramón y Cu- marebo con 44,97%, 42,36% y 40,05%, respectivamen- te, coinciden con estos datos.

Se han publicado variadas concentraciones de aloína para los aloes de diferentes países y regiones del mundo, como es el caso de plantaciones de las islas del Caribe tales como Curazao, Aruba y Barbados, en las cuales la concentración varía entre 18% a 25% y en plantas procedentes de la Isla de Socotra (Yemen-Áfri-

ca) con valores que van entre 7,5% a 10% [25], siendo

estas concentraciones inferiores a los aloes venezolanos.

Pese a que los estándares internacionales, como los establecidos por ASC (Aloe Science Council) y la Unión Europea (CEE Directiva del Consejo 88/388) ha fijado un límite máximo para la concentración de aloína permitidos en alimentos y bebidas de 0,1 mg / kg [18], la selección de estas plantas con altas concentraciones de aloína, resulta atractivo tanto para programas de mejo- ramiento genético, como para ser utilizadas comercial- mente, cuando su uso es para la industria manufacturera de cosméticos y fármacos.

Conclusiones

La determinación de aloína en plantas de Aloe vera provenientes del occidente de Venezuela se reali- zó a través de HPLC en fase reversa con detección UV y la extracción con etanol asistida con ultrasonido, de- mostrando ser simple, rápida y eficaz. Como fase móvil se utilizó metanol/agua 50:50% v/v. Las plantas de los Puertos de Altagracia fueron las que presentaron mayor cantidad de masa fresca (368,42 g) y seca (6,85g); este último renglón lo comparte con las plantas de los Maya- les (7,20g). Para los valores de concentración de aloína, las plantas de la localidad de Los Puertos de Altagracia (44,37 %), seguido de las plantas provenientes de Cara- món (42,36%) y de Cumarebo (40,05%) fueron las que presentaron mayores datos. Las plantas que produjeron mayor cantidad de aloína fueron las provenientes de la localidad de los Puertos de Altagracia (3,03 g/100g) y la menor cantidad correspondió a las plantas provenien- tes de la localidad de los Mayales (1 g/100g). De estos resultados se puede deducir que no existe una relación directa entre el peso de la planta y la cantidad de aloí- na producida. Es posible que la mayor concentración y producción de aloína se deba a las altas precipitaciones, a la cantidad de materia orgánica del suelo y a la propia constitución genética de las plantas. Estos resultados re- sultan atractivos para programas de mejoramiento gené- tico y para fines comerciales.

Agradecimientos

Los autores expresan su agradecimiento el Con- sejo de Desarrollo Científico y Humanístico de la Universidad del Zulia (CONDES-LUZ) por el finan- ciamiento de esta investigación a través del proyecto CC-0622-10 y al Centro de Investigaciones Biológicas de la Universidad del Zulia.

Referencias

1. ACOSTA, Y; PAOLINI, J; FLORES, S; EL ZAUAHRE, Ma- ziad; REYES, N; GARCÍA, H (2008). Fraccionamiento de metales y materia orgánica en un suelo de la Península de Paraguaná, estado Falcón, Venezuela. Multiciencias 8 (Extraordinario): 39 – 47.

2. BOZZI, A; PERRIN, S; AUSTIN, F; ARCE, F (2007). Qua- lity and authenticity of commercial Aloe vera gel powders. Food Chemistry 103: 22–30.

3. CUENCAS, L (1995). Fertilidad de los suelos de la Planicie de Maracaibo. Fonaiap Divulga 49. Disponible en http:// sian.inia.gob.ve/repositorio/revistas_tec/FonaiapDivulga/ fd49/suelos.htm. [Consultado: 12/03/2010]

4. DAGNE, E; BISRAT, D; VILJOEN, A; VAN WYK, B-E (2000). Chemistry of Aloe Species. Curr Organic Chem 4: 1055-1078.

5. ELSOHLY, M; GUL, W; MURPHY, T (2004). Anal- ysis of the anthraquinones aloe-emodin and aloin by gas chromatography/mass spectrometry. International Immunopharmacology 4:1739–1744.

6. EWEL, J; MADRID, A (1976). Zonas de vida en Venezu- ela. Memorias explicativas sobre el mapa ecológico. MAC. Caracas. 264p.

7. FRANCO Salazar, V; VÉLIZ, J; VALERIO, R (2014). Al- gunos parámetros fisiológicos de Aloe vera (l.) Burm. f. (sábila) en Guayacán, península de Araya, estado Sucre, Venezuela. Saber 26(1): 18-24.

8. FUENMAYOR, W (2005). Atlas del estado Zulia. Síntesis Socio-histórico, cultural y geográfico. Editorial Splanos

   C.A. Quinta edición. Pág. 138-150.

9. FUENTES, A; VÉLIZ, J; IMERY, J (2006). Efecto de la deficiencia de macronutrientes en el desarrollo vegetativo de Aloe vera. Interciencia 31(2): 116-122.

10. GARCÍA Salas, P; MORALES Soto, A; SEGURA Carrete- ro, A; FERNÁNDEZ Gutiérrez, A (2010). Phenolic- Com- pound- Extraction systems for fruit and vegetables sam- ples. Molecules. 15:8813-8826.

11. GUTTERMAN, Y; CHAUSER Volfson, E (2000). The dis- tribution of the phenolic metabolites barbaloin, aloeresin and aloenin as a peripheral defense strategy in the succu- lent leaf parts of Aloe arborescens. Biochemical Systemat- ics and Ecology 28: 825-838.

12. HAZRATI, S; ZEINOLABEDIN, T; TAHMASEBI, Z; BABA, A (2012). Enhancing yield and aloin concentration of Aloe vera plants by simultaneous application of N and benzyladenine. Journal of Medicinal Plants Research 6 (10):1834-1841.

13. HENWIMOL, S; PASAVANT, A; SHOTIPRUK, A (2006). A ultrasonic-assisted extraction on annthraquinones from roots of Morinda citrifolia. Ultrasonics Sonochemistry 13: 543-548.

    
    

14. HIMESD, S; SARVESH, S; KAUSHELENDRA, M; NEE- LESH, C (2011). Qualitative and quantitative profile of aloin isolated from Aloe vera. International Research Jour- nal oh Pharmacy 2 (9): 121-122.

15. IMERY, J (2007). Inestabilidad cariológica durante la for- mación de células madres del polen en Aloe vera (Aloace- ae). Rev. Biol. Trop 55 (3-4): 805-813.

16. JAYAKRISHNA, C; KARTHIK, C; BARATHI, S; KA- MALANATHAN, D; INDRA, A (2011). In vitro propaga- tion of Aloe barbadensis Miller, a miracle herb. Research in Plant Biology 1: 22-26.

17. KUZUYA, H; TAMAI, I; BEPPU, H; SHIMPO, K; CHIHA- RA, T (2001). Determination of aloenin, barbaloin and iso- barbaloin in Aloe species by micellar electrokinetic Chro- matography. Journal of Chromatography B 752: 91–97.

18. LOZANO, A; MUVDI, C; MEJÍA, L (2011). Estabili- zación del gel de Aloe barbadensis Miller y disminución de su concentración por adsorción en columna con carbón activado. Revista ION 24: 61-67.

19. LUGO, Z; TUA, D; NAVEDA, M (2005). El cultivo de la zábila en Venezuela y costos de producción para acíbar. Revista Digital CENIAP HOY 9. Disponible en: www. ceniap.gov.ve/ceniaphoy/articulos/n9/arti/lugo_z/arti/lu- go_z.htm. [Consultado: 09/02/2012].

20. MALDONADO, C (2000). Análisis parcial del control de calidad en acíbar y pasta de zábila (Aloe barbadensis Mill- er). Croizatia 1 (1): 57-65.

21. MARTÍNEZ, D; GUILLÉN, F; PÉREZ Aguilar, H; CAS- TILLO,S; SERRANO, M; ZAPATA, P; VALERO, D (2013). Is it possible to increase the aloin content of Aloe vera by the use of ultraviolet light?. Agric Food Chemistry 61 (9): 2165–2170.

22. MOLERO T. y M. VILORIA. 2013. Producción de gel y acíbar en plantaciones de sábila (Aloe barbadensis Miller) en el occidente de Venezuela. Bioagro 25 (1): 71-76.

23. PÁEZ A; GEBRE, M; GONZALEZ, M; TSCHAPLINS- KI, T (2000). Growth, soluble carbohydrates, and aloin concentration of Aloe vera plants exposed to three irra- diance levels. Environment Experimental Botanical 44 (2):133-139.

24. PARK, M; PARK, J; YOUNG, N; GAUN, Y; SEOK, Y; GYUN, J; HO, K; KI, S (1998). Analysis of 13 Phenolic Compounds in Aloe species by High Performance Liquid Chromatography. Phytochemical Analysis 9: 186–191.

25. PORTES, F; NAVARRO, J (1986). Obtención a nivel pi- loto de jugo y concentrado de sábila. Evaluación de estos productos. Tesis para optar par el título de Licenciado en Química. Universidad Autónoma de Santo Domingo. 169p.

26. PRATO, M; ÁVILA, R; DONQUIS, C; MEDINA, E; REYES, R (2008). Antraquinonas en Aloe vera barbaden- sis de zonas semiáridas de Falcón, Venezuela, como inhibi- dores de la corrosión. Multiciencias 8(2): 148 – 154.

27. RAHAMI Dehgolan, R; SARVESTANI, Z; REZAZADEH, S; DOLATABADIAN, A (2012). Morphological and physiological characters of Aloe vera subjected to saline water irrigation. Journal Herbs Spices Medicinal Plants. 18(3):222-230.

28. ROBERT, M; REYES, J; LOYOLA, V (1990). Biosínte- sis y bioconversión de metabolitos secundarios por célu- las cultivadas in vitro. Cultivo de tejidos en la Agricultura. México. Pág. 211- 225.

29. RODRÍGUEZ, N; FLORENTINO, A; TORRES, D; YENDIS, H; ZAMORA, F (2009). Selección de indica- dores de calidad de suelo en tres tipos de uso de la tier- ra en la planicie de Coro estado Falcón. Revista Facultad Agronomía (LUZ) 26: 340-361.

30. RYAN, C (2000). The systemin signaling pathway: differ- ential activation of plant defensive genes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Protein Structure and Molecular Enzymology 1477(1–2): 112–121

31. SACCU, D; BOGONI, P; PROCIDA, G (2001). Aloe exu- date: characterization by reversed phase HPLC and head- space GC–MS. Journal of Agricultural and Food Chemis- try 49: 4526–4530

32. SÁNCHEZ, V; SANTA, J (2009). Estudio de antraquinonas presentes en extractos de mucílagos y hojas de Aloe vera de plantas cultivadas en la región cafetalera. Trabajo de grado. Universidad Tecnológica de Pereira. Colombia. 60p.

33. SEPÚLVEDA Jiménes, F; PORTA Ducoing, H; ROCHA Sosa, M (2003). La participación de los metabolitos se- cundarios en la defensa de las plantas. Revista Mexicana de Fitopatología 21: 355-363.

34. SILVA, G (2010). Tipos y subtipos climáticos de Venezuela. Trabajo de ascenso. Universidad de los Andes. Facultad de Ciencias Forestales y Ambientales. Departamento de Geografía Física. 69 pp.

35. SING, M; RATHORE, M; PANWAR, D; RATHORE, J; DAGLA, H; SHEKHAWAT, N (2009). Micropropaga- tion of Selected Genotype of Aloe vera L.—An Ancient Plant for Modern Industry. Journal of Sustainable Forestry 28: 935-950.

36. TADEO, J; SÁNCHEZ Brunete, C; ALBERO, B; GARCÍA Valcárcel, A (2010). Application of ultrasound-assisted extraction to the determination of contaminants in food and soil samples. Review Journal Chromatography A 1217:2415-2440.

37. TIAN, K; ZHANG, H; CHENA, X; HUA, Z (2006). De- termination of five anthraquinones in medicinal plants by capillary zone electrophoresis with -cyclodextrin addition. Journal of Chromatography A 1123: 134–137.

38. TOLEDO, F (2001). Informe sobre la utilización de Cro- matografía Líquida de Alta Eficacia (HPLC) en el estudio de los Polisacáridos Mucilaginosos de Aloe vera (AVMP). Informe técnico. Universidad de las Palmas de Gran Canaria. España. 17p.

    
    

39. VERMA, S; SINGH, N; SINHA, A (2005). Determination and locational variations in the quantity of hydroxyanthra- quinones and their glycosides in rhizomes of Rheum emodi using high-performance liquid chromatography. Journal of Chromatography 1097: 59 – 65.

40. WAN, Jin Zhi; XIN XIA, C; CHUN MEI, Q; XIANG CHENG, L (2010). Isolation and Purification of Isoalo- eresin D and Aloin from Aloe vera by High-speed Counter-current Chromatography. Chinese Herbal Medicines 2: 148-152.

41. ZONTA, F; BOGONI, P; MASOTTI, P; MICALI, G (1995). High-performance liquid chromatographic profiles of aloe constituents and determination of aloin in beverages, with reference to the EEC regulation for flavouring substances. Journal of Chromatography A 718: 99-106.

Vol 16, Nº 2

Edición por el Fondo Editorial Serbiluz.

Publicada en junio de 2016.

Universidad del Zulia. Maracaibo-Venezuela

www.luz.edu.ve www.serbi.luz.edu.ve produccioncientifica.luz.edu.ve