https://doi.org/10.52973/rcfcv-e33219
Recibido: 06/12/2022 Aceptado: 10/01/2023 Publicado: 11/02/2023
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Revista Científica, FCV-LUZ / Vol. XXXIII, rcfcv-e33219, 1 - 6
RESUMEN
Se presenta el estudio de un perro con sintomatología de Parvovirosis
que resultó positivo a los test de inmunocromatografìa para Parvovirus
y Ehrlichia canis el cual fue conrmado, a nivel molecular, como
positivo para E. canis y E. ewingii. Además del interés que representa
este caso desde el punto de vista clínico, la detección mediante
PCR de E. ewingii sugiere la presencia de este patógeno fuera de su
rango de distribución geográca natural (México, Guatemala, Guyana,
Guayana Francesa y Estados Unidos) y destaca la necesidad de realizar
estudios moleculares en garrapatas locales a n de vericar si éste es
un caso aislado en Ecuador o si, por el contrario, existe colonización
de E. ewingii en vectores locales.
Palabras clave: Ehrlichiosis canina; Ehrlichia ewingii; coinfección;
PCR
ABSTRACT
The study of a dog with symptoms of Parvovirus that was positive
in immunochromatography tests for Parvovirus and Ehrlichia canis
and that was conrmed by PCR as positive for E. canis and E. ewingii
was presented. In addition to the interest that this case represents
from the clinical point of view, the molecular detection of E. ewingii
suggests the presence of this pathogen outside its natural geographic
distribution range (Mexico, Guatemala, Guyana, French Guiana, and
the United States). Also, it highlights the possibility of conducting
molecular studies in local ticks to verify if this was an isolated case
in Ecuador or if there was a colonization of E. ewingii in local vectors.
Key words: Canine ehrlichiosis; Ehrlichia ewingii; coinfection; PCR
Detección molecular de coinfección por Ehrlichia canis y Ehrlichia ewingii
en un perro en Ecuador
Molecular detection of Ehrlichia canis and Ehrlichia ewingii coinfection in a dog in Ecuador
Reporte de Caso
Lorena Elizabeth Chalco-Torres
1
, Ana Elizabeth Guerrero-López
1
, Robert Gustavo Sánchez-Prado
1
, Jhonny Edgar Pérez
1
, Claudio Oliveira
2
,
Juan Antonio Gómez
3
, Fernando Lenin-Aguilar
1
y Mauro Nirchio-Tursellino
1
*
1
Universidad Técnica de Machala. Machala, El Oro, Ecuador.
2
Universidade Estadual Paulista, Instituto de Biociências, Departamento de Biologia Estrutural e Funcional. Botucatu, Sao Paulo, Brazil.
3
Universidad de Panamá, Departamento de Biología Marina y Limnología, Panamá.
Correo electrónico: manirchio@utmachala.edu.ec
Coinfección por Erhlichia spp. de un canino en Ecuador / Chalco-Torres y col. _____________________________________________________
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INTRODUCCIÓN
Ehrlichia es un género de bacterias intracelulares obligadas
Gram-negativas de la familia Anaplasmataceae, perteneciente al
orden Rickettsiales, que tienen anidad especíca por las células
sanguíneas y en especial por los leucocitos/plaquetas, provocando
en los infectados una disminución importante de estos elementos.
El género incluye a Ehrlichia canis, E. chaffeensis, E. ewingii y E.
ruminantium, que son patógenos veterinarios importantes además
de causar enfermedades humanas [7, 23, 26].
La ehrlichiosis canina es una patología que a menudo se caracteriza por
presentar una variedad de signos clínicos que incluyen depresión, letargia,
pérdida de peso, anorexia, ebre, esplenomegalia, linfadenopatía,
hemorragias y lesiones oculares que pueden presentarse en cualquier
estadio de la enfermedad [14]. El diagnóstico denitivo se basa en la
visualización directa de cuerpos de inclusión intracitoplasmáticos
(mórulas) en células mononucleares o linfocitos en frotis sanguíneos
[11, 28], pero son estructuras difíciles de observar y se detectan sólo
en aproximadamente 4–6 % de los casos clínicos [21]. Los métodos
serológicos detectan anticuerpos IgG, pero pueden conducir a generar
falsos positivos debido a la reactividad cruzada entre E. canis, E
chaffeensis y E. ewingii, así como con Anaplasma phagocytophilum
[10]. Todas las especies de Ehrlichia patógenas para humanos pueden
mantenerse en cultivo celular excepto E. ewingii [13] y por lo tanto, el
diagnóstico molecular mediante Reacción en Cadena de la Polimerasa
(PCR) es la única prueba conrmatoria para esta última [6].
El agente causal de la ehrlichiosis canina, E. canis, es transmitido
por las garrapatas del complejo Rhipicephalus sanguineus, o garrapata
marrón del perro (Canis lupus familiaris), que se encuentran distribuidas
en todas las regiones tropicales y subtropicales del mundo [1, 8] y, de
forma menos frecuente, a través de transfusión sanguínea [10] en
áreas con un clima relativamente cálido. Por otro lado, la ehrlichiosis
granulocítica canina (EGC) y la ehrlichiosis humana monocítica (EHM)
causada por E. ewingii, es transmitida por Amblyomma americanum,
conocida como la garrapata de estrella solitaria (por la mancha blanca
que tienen en la parte dorsal), distribuida en México, Guatemala, Guyana,
Guayana Francesa y Estados Unidos [3, 6, 20, 25, 29]. De hecho, hasta
1995 se consideraba a E. ewingii como un patógeno exclusivamente
canino hasta que, en 1999, fueron descritos cuatro casos humanos de
infección por E. ewingii en pacientes con VIH [2, 5, 27] o que estaban
inmunodeprimidos. Estudios epidemiológicos han establecido que E.
ewingii es la especie de mayor prevalencia en perros en el estado de
Missouri [15] y sólo se ha reportado su presencia fuera de América, en
Camerún, en 2 perros naturalmente infectados [22],
El caso forma parte de un estudio en desarrollo que tiene como
objetivo determinar la prevalencia mediante diagnóstico molecular
de ehrlichiosis monocítica canina en la ciudad de Machala, provincia
de El Oro, Ecuador, y se presenta como el primer caso de coinfección
por E. ewingii y E. canis concomitantes con parvovirosis, en Ecuador.
La presencia de E. ewingii es motivo de alarma porque es un patógeno
fuera de su rango de distribución que también puede afectar al humano
y representa un potencial problema de salud pública en el país.
MATERIALES Y MÉTODOS
Historial clínico y exploración general
Se presentó a consulta general en Clínica Docente de Especialidades
Médicas Veterinarias de la Universidad Técnica de Machala, provincia
de El Oro, Ecuador, un paciente canino, hembra, de 3 meses de edad,
raza Bulldog Francés con un peso de 3 kilogramos; sin registros de
vacunación y desparasitación con signos gastroentéricos compatibles
con una enfermedad viral e infestación con garrapatas. Se procedió
a realizar la historia clínica y exploración física del paciente.
Se colectó una muestra de sangre mediante punción aséptica de
la vena cefálica que se colocó en tubo con el anticoagulante ácido
etilendiamino tetracético (EDTA). La sangre se sometió a análisis
para determinación de hemograma de rutina y, por la signología,
presencia de garrapatas en el canino y ser una zona de prevalencia de
ehrlichiosis y anaplasmosis, se realizaron pruebas Snap de parvovirus-
coronavirus canino (Anigen rapid CPV/CCV Ag Test Kit; Bionote, Inc.
Korea) y otra, para ehrlichiosis canina y anaplasmosis (Anaplasma
Ab/E. canis Ab Test Kit; SensPERT
TM
, España).
Análisis molecular
La muestra de sangre fue inmediatamente sometida al protocolo
para extracción de ácido desoxirribonucleico (ADN) genómico
empleando el kit GenElute™ (Mammalian Genomic DNA Miniprep Kit,
Catálogo N° G1N350, EUA), siguiendo las instrucciones del fabricante.
La cantidad y pureza del extracto se determinó en un equipo Nanodrop
2000c de Thermo Fisher ®. EUA.
Para la Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) se emplearon
los cebadores directo ECP1: 5'-GGTAATACTGTATAATCCCC-3', e
inverso HE3: 5'-TATAGGTACCGTCATTATCTTCCCTAT-3' que amplica
un fragmento del gen 16S rDNA de E. canis con temperatura de
anillamiento de 50 °C [17] y EEM2F (5-GGA GCT AAA ATA GAA GAT
ATT C-3) y EEM1R (5-GTG CAA AAA GGT AAT ACA T-3) que amplica
un fragmento del gen p28 de E. ewingii con una temperatura de
anillamiento de 55 °C.
La PCR se realizó en una reacción de 20 microlitros (μL), que
contenía: 12,8 μL de agua puricada; 2 μL de tampón de PCR 10X; 1
μL de MgCl
2
(50 miliMolar –mM–); 1 μL de dNTP (2 mM); 1 μL de cada
cebador (5 mM); 0,2 μL de 1,25 unidades de Taq polimerasa, y 1 μL
de ADN genómico (50-100 nanogramos·μL
-1
). Los ciclos de PCR se
realizaron bajo las siguientes especicaciones: 95 °C x 2 minutos
(min), 30 ciclos de 94 °C por 30 segundos (seg), 50–55 °C por 1 min,
72 °C por 1 min y 72 °C por 1 min. [4, 17, 18]. La amplicación se realizó
en un Termociclador (Mastercycler Pro S, Eppendorf, Alemania).
Todos los productos se comprobaron por electroforesis en gel
de agarosa 1 % en Tampón TAE empleando un marcador de peso
molecular de 100 pares de bases (pb) (Sigma Aldrich) y GelRed
como intercalante para visualizar los amplicones y el Ladder en un
transiluminador ultravioleta (UV) (Marca UVP modelo M-V26, EUA).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Durante la anamnesis, el propietario indicó presencia de vómitos,
diarrea aguda, decaimiento y anorexia. En el examen físico,
se evidencian signos de deshidratación del 7 %, una condición
corporal de 2,5–5, mucosas pálidas, hipodinámico, temperatura de
39,3 °C, frecuencia cardiaca de 164 latidos por minutos, frecuencia
respiratoria de 20 respiraciones por minutos, tiempo de llenado
capilar de 3 seg.
La prueba Snap de parvovirus y coronavirus canino (Anigen
rapid CPV/CCV) y la prueba para ehrlichiosis canina y anaplasmosis
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(Anaplasma Ab/E. canis Ab), dieron resultados positivos para
parvovirosis y ehrlichiosis canina.
El hemograma reveló anemia leve normocítica, hipocrómica, no
regenerativa, hipoproteinemia; neutropenia con gran desviación a
la izquierda, de tipo degenerativa y linfopenia; linfocitos y monocitos
reactivos sugerentes de una infección activa en el paciente (TABLAI).
Los parámetros no descritos se encontraron dentro de los valores
de referencia. El estudio del frotis sanguíneo reveló anisocitosis (+),
macrocitosis e hipocromasia (++).
Aunque al paciente se le administró terapia de uidos, tratamiento
antiemético, antidiarreico, antiespasmódico y antimicrobiano, después
de un día de internación, con el debido control de la temperatura y de la
glucemia, se produjo el deceso de la mascota debido a la concomitancia
parvovirosis-ehrlichiosis.
El análisis por electroforesis en gel de agarosa (FIG.1) y la estimación
del tamaño de los amplicones, con base en una curva de calibración
establecida con un ladder de 100 pb y la distancia recorrida por cada
fragmento de longitud conocida, reveló que la PCR con los cebadores
TABLA I
Resultados del Hemograma
Parámetro Valor hallado Valor de referencia Unidad
Hematocrito 32 37-55 %
Sólidos Totales 54,00 60,00 – 79,00 g·L
-1
Hemoglobina 75,00 120,00 – 180,00 g·L
-1
Eritrocitos 4,80 5,50 – 8,50 × 10
12
·L
-1
VCM 66,67 60,00 – 77,00 fL
HCM 15,63 19,50 – 24,50 pg
CHCM 234,38 320,00 – 360,00 g·L
-1
RDWc 17,00 12,00 – 15,00 %
Índice de Producción
de Reticulocitos
1,14
Regenerativa >2
%
No regenerativa <2
Recuento Leucocitario: 9,20 6,00 – 18,00 × 10
9
·L
-1
Fórmula Leucocitaria Relativa:
Neutrólos en banda 71 0,00 – 3,00 %
Neutrólos segmentados 16 66,00 – 77,00 %
Eosinólos 0 2,00 – 10,00 %
Basólos 0 0,00 – 1,00 %
Linfocitos 4 12,00 – 30,00 %
Monocitos 9 3,00 – 10,00 %
Fórmula Leucocitaria Absoluta:
Neutrólos en banda 6,53 0,00 – 0,30 × 10
9
·L
-1
Neutrólos segmentados 1,47 3,00 – 11,50 × 10
9
·L
-1
Eosinólos 0,00 0,10 – 1,25 × 10
9
·L
-1
Basólos 0,00 0,00 – 0,10 × 10
9
·L
-1
Linfocitos 0,37 1,00 – 4,80 × 10
9
·L
-1
Monocitos 0,83 0,15 – 1,35 × 10
9
·L
-1
Recuento Plaquetario 160,00 150,00 – 500,00 × 10
9
·L
-1
Plasma Normal
Test de Woo Negativo
Morfología
Serie Roja
Anisocitosis +
Macrocitosis
Hipocromasia ++
Serie Blanca
Linfocitos Reactivos
Monocitos Reactivos
Serie
Megacariocítica
Normal
FIGURA 1. Resultados del ensayo PCR especíco de especie. a) El cebador carril muestra una escalera de 100 pb y el carril 2 muestra el
producto obtenido con los cebadores EEM2F y EEM1R para E. ewingii; b) El primer carril muestra una escalera de 100 pb; el carril 2 muestra
el producto obtenido con los cebadores ECP1 y HE3 para E. canis; el carril 3 muestra el resultado de la mezcla de reacción sin añadir los
cebadores y el carril 4 el de la mezcla de reacción sin añadir ADN molde
Coinfección por Erhlichia spp. de un canino en Ecuador / Chalco-Torres y col. _____________________________________________________
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EEM2F y EEM1R amplicó un fragmento de ≈ 216 pb, tamaño que
coincide con el valor de 215 pb que se espera como producto de la
amplicación especíca de un fragmento del gen para la proteína
p28 de E. ewingii [12].
Con los cebadores ECP1 y HE3 se obtuvo un producto de ≈ 393
bp, inferior a los 495 bp esperados como producto de amplicación
del fragmento del gen 16S rADN de E. canis [17], pero además una
banda tenue apenas por encima de los 100 pb que corresponden a los
cebadores. De hecho, para conrmarlo se realizó el ensayo incluyendo
todos los componentes en una reacción con ADN, sin los cebadores
y otra que si los contenía, pero sin ADN. En la FIG. 1b se observa que
la intensidad de la banda correspondiente a los cebadores fue más
tenue en el carril donde hubo amplicación del fragmento 16s rADN
indicando consumo de los cebadores, mientras que en el carril 4 los
cebadores están intactos y la banda es notoriamente más intensa.
El traslado de animales de compañía entre regiones, países y
continentes, el comercio internacional de animales y la importación
ilegal de mascotas son una puerta de entrada para la propagación
de patógenos zoonóticos y sus vectores [9, 16, 18, 19, 24, 30]. Más
allá del interés que representa este caso desde el punto de vista
clínico, la detección de ADN empleando cebadores específicos
para E. ewingii sugiere la presencia de este patógeno fuera de su
rango de distribución y, aunque no existe información documentada
que indique la existencia en Ecuador de las garrapata Amblyomma
americanum, que sirve de vector para este hemoparásito, no
debe descartarse la posibilidad de una eventual introducción del
patógeno por importación legal o no de mascotas con infección
crónica y de allí a garrapatas locales como la garrapata de la costa
del Golfo, Amblyomma maculatum Koch, 1844, cuya presencia si está
registrada para Ecuador y que pudiera tener competencia vectorial
para E. ewingii. En consecuencia, es recomendable realizar estudios
moleculares a gran escala en perros y en garrapatas locales a n de
vericar si este reporte es un caso aislado o si, por el contrario, existe
colonización de E. ewingii en vectores endémicos.
CONCLUSIONES
Los hallazgos clínicos, las pruebas rutinarias de laboratorio,
serológicas y el ensayo molecular mediante PCR permitieron
diagnosticar, por primera vez en Ecuador, un caso de parvovirosis
con coinfección por E. canis y E. ewingii en un perro. Es importante
destacar que la sintomatología presentada por el paciente conduce
a pensar que el deceso se debió principalmente a la parvovirosis y
no a la ehrlichiosis. De hecho, los datos hematológicos revelaron
que no hubo un descenso en el recuento plaquetario, ni leucopenia
y los valores de hemoglobina y hematocrito, aunque más bajos que
lo normal, no mostraban niveles críticos por lo que es probable que la
coinfección por E. canis y E. ewinggi se encontrara en fase incipiente.
Aunque la parvovirosis y la ehrlichiosis por E. canis son enfermedades
comunes en Ecuador, no es posible establecer el origen de E. ewingii
en el país, por lo que este hallazgo es motivo de alarma y revela la
necesidad de realizar un estudio a gran escala en garrapatas locales
para establecer si entre ellas existen vectores competentes para la
transmisión de este patógeno.
De cualquier forma, la información que aquí se describe constituye
una alerta para las autoridades sanitarias ecuatorianas y destaca la
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necesidad de adoptar o reforzar sistemas de vigilancia para prevenir la
introducción y/o propagación de garrapatas exóticas y los patógenos
transmitidos por estos ectoparásitos.
AGRADECIMIENTOS
Este trabajo fue apoyado nancieramente a través de la Dirección
de Investigación, Desarrollo e Innovación mediante los proyectos
PR-GEN-154, PR-GEN-155 y PR-GEN-47.
Conicto de intereses
Los autores declaran no tener conicto de intereses y que no
violaron u omitieron normas éticas o legales en esta investigación
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
[1] ABUBAKAR, M.; PERERA, P.K.; IQBAL, A.; MANZOOR, S.
Introductory chapter: Ticks and tick-borne pathogens. En:
Abubakar, M.; Perera, P.K. (Eds). Ticks and Tick-Borne Pathogens.
Ed. Intechopen Limited, United Kindom, Pp 3–10. 2019.
[2] ANDERSON, B.E.; GREENE, C.E.; JONES, D.C.; DAWSON,
J.E. Ehrlichia ewingii sp. nov.: the etiologic agent of canine
granulocytic ehrlichiosis. Internat. J. Systematic Bacteriol.
42(2): 299–302. 1992.
[3] BAKKEN, J.S.; DUMLER, J.S.; CHEN, S.M.; ECKMAN, M.R.; VAN
ETTA, L.L.; WALKER, D.H. Human granulocytic ehrlichiosis in
the upper Midwest United States. A new species emerging? J.
Amer. Med. Assoc. 272(3): 212–218. 1994.
[4] BREITSCHWERDT, E.B.; HEGARTY, B.C.; QUROLLO, B.A.; SAITO,
T.B.; MAGGI, R.G.; BLANTON, L.S.; BOUYER, D.H. Intravascular
persistence of Anaplasma platys, Ehrlichia chaffeensis, and
Ehrlichia ewingii DNA in the blood of a dog and two family
members. Parasites Vectors. 7: 298. 2014.
[5] BULLER, R.S.; ARENS, M.; HMIEL, S.P.; PADDOCK, C.D.; SUMNER,
J.W.; RIKHISA, Y.; UNVER, A.; GAUDREAULT-KEENER, M.;
MANIAN, F.A.; LIDDELL, A.M.; SCHMULEWITZ, N.; STORCH, G.A.
Ehrlichia ewingii, a newly recognized agent of human ehrlichiosis.
New England J. Med. 341(3): 148–155. 1999.
[6] DUMLER, J.S.; MADIGAN, J.E.; PUSTERLA, N.; BAKKEN, J.S.
Ehrlichioses in humans: epidemiology, clinical presentation,
diagnosis, and treatment. Clinical Infectious Diseases: An
Official Publication of the Infectious Diseases Society of
America. 45 (Suppl 1): S45–51. 2007.
[7] DUMLER, J.S.; WALKER, D.H. Ehrlichia chaffeensis (human
monocytotropic ehrlichiosis), Anaplasma phagocytophilum (human
granulocytotropic anaplasmosis), and other anaplasmataceae.
Mandell, Douglas, and Bennett’s Principles and Practice of
Infectious Diseases. Elsevier Inc. Pp 2227–2233. 2014.
[8] ESTRADA-PEÑA, A. Orden Ixodida: Las garrapatas. Rev. IDE@
– SEA. 13: 1–15. 2015.
[9] FOOKS, A.R.; JOHNSON, N. Jet set pets: examining the zoonosis
risk in animal import and travel across the European Union. Vet.
Med. 6:17–25. 2015.
[10] FRANCO-ZETINA, M.; ADAME-GALLEGOS J.; DZUL-ROSADO, K.
Effectivity of diagnostic methods for the detection of human
and canine monocytic ehrlichiosis. Rev. Chilena Infectol. 36(5):
650–655. 2019.
[11] GONZÁLEZ-NAVARRETE, M.; BEZERRA-DA-SILVA, C. Diagnóstico
de Ehrlichia canis en perros domiciliados de La Habana, Cuba.
Rev. Salud Públ. 41(2): e04.pdf. 2019.
[12] GUSA, A.A.; BULLER, R.S.; STORCH, G.A.; HUYCKE, M.M.;
MACHADO, L.J.; SLATER, L.N.; STOCKHAM, S.L.; MASSUNG,
R.F. Identication of a p28 gene in Ehrlichia ewingii: evaluation
of gene for use as a target for a species-specic PCR diagnostic
assay. J. Clinic. Microbiol. 39(11): 3871–3876. 2001
[13] ISMAIL, N.; BLOCH, K.C.; MCBRIDE, J.W. Human ehrlichiosis
and anaplasmosis. Clinics in Lab. Med. 30(1): 261–292. 2010.
[14] LEIVA, M.; NARANJO, C.; PEÑA, M.T. Ocular signs of canine
monocytic ehrlichiosis: a retrospective study in dogs from
Barcelona, Spain. Vet. Ophthalmol. 8(6): 387–393. 2005.
[15] LIDDELL, A.M.; STOCKHAM, S.L.; SCOTT, M.A.; SUMNER, J.W.;
PADDOCK, C.D.; GAUDREAULT-KEENER, M.; ARENS, M.Q.;
STORCH, G.A. Predominance of Ehrlichia ewingii in Missouri
dogs. J. Clinic. Microbiol. 41(10): 4617–4622. 2003.
[16] MANOJ, R.R.S.; MENDOZA-ROLDAN, J.A.; LATROFA, M.S.;
REMESAR, S.; BRIANTI, E.; OTRANTO, D. Molecular detection
of zoonotic blood pathogens in ticks from illegally imported
turtles in Italy. Acta Trop. 222: 106038. 2021.
[17] MCBRIDE, J.W.; CORSTVET, R.E.; GAUNT, S.D.; CHINSANGARAM,
J.; AKITA, G.Y.; OSBURN, B.I. PCR detection of acute Ehrlichia
canis infection in dogs. J. Vet. Diagnostic Investig.: Ocial
Publication of the American Association of Veterinary
Laboratory Diagnosticians, Inc. 8(4): 441–447. 1996.
[18] MOLAEI, G.; ANDREADIS, T.G.; ANDERSON, J. FSTAFFORD, K.C. III.
An Exotic Hitchhiker: A Case Report of Importation into Connecticut
from Africa of the Human Parasitizing Tick, Hyalomma truncatum
(Acari: Ixodidae). J. Parasitol. 104(3): 302–305. 2018.
[19] MOLAEI, G.; MERTINS, J.W.; STAFFORD, K.C. Enduring Challenge of
Invasive Ticks: Introduction of Amblyomma oblongoguttatum (Acari:
Ixodidae) into the United States on a Human Traveler Returning
from Central America. J. Parasitol. 106(5): 670–674. 2020.
[20] MUÑOZ, L.E.; CASANUEVA, M.E. Present state of the knowledge
of ticks (Acari: Ixodida) associated to Canis familiaris l. Gayana.
65(2): 193–210. 2001.
[21] MYLONAKIS, M.E.; KOUTINAS, A.F.; BILLINIS, C.; LEONTIDES,
L.S.; KONTOS, V.; PAPADOPOULOS, O.; RALLIS, T.; FYTIANOU
A. Evaluation of cytology in the diagnosis of acute canine
monocytic ehrlichiosis (Ehrlichia canis): a comparison between
ve methods. Vet. Microbiol. 91(2–3): 197–204. 2003.
[22] NDIP, L.M.; NDIP, R.N.; ESEMU, S.N.; DICKMU, V.L.; FOKAM,
E.B.; WALKER, D.H.; MCBRIDE, J.W. Ehrlichial infection in
Cameroonian canines by Ehrlichia canis and Ehrlichia ewingii.
Vet. Microbiol. 111(1–2): 59–66. 2005.
[23] NELSON, R.W.; COUTO, G.C. Enfermedades multisistemicas
producidas por rickettsias Medicina interna de pequeños
animales. 6a. Ed. Grupo Asís Biomedia S.L. 1608 pp. 2020.
Coinfección por Erhlichia spp. de un canino en Ecuador / Chalco-Torres y col. _____________________________________________________
6 de 6
[24] NMAN, V. Illegal and Legal Wildlife Trade Spreads Zoonotic
Diseases. Trends in Parasitol. 37(5): 359–360. 2021.
[25] OLANO, J.P.; WALKER, D.H. Agents of Emerging Infectious
Diseases. Vaccines for Biodefense and Emerging and Neglected
Diseases. Pp 1–20. 2009.
[26] OTEO, J.A.; BROUQUI, P. Ehrlichiosis y anaplasmosis humanas.
En: Enfermed. Infecc. Microbiol. Clínica. 23(6): 375–380. 2005.
[27] PADDOCK, C.D.; LIDDELL, A.M.; STORCH, G.A. Other Causes of
Tick-Borne Ehrlichioses, Including Ehrlichia ewingii. In: Tick-
Borne Diseases of Humans. Washington, DC, USA: ASM Press.
Pp 258–267. 2014.
[28] ROTONDANO, T.E. DE F.; DE ALMEIDA, A.M.P.; LUSTOSA E.M.C.;
CORDEIRO, A.A.; CAMBOIM, E.K.A.; DE AZEVEDO, S.S.; DE ANDRADE,
P.P.; DE MELO, M.A. An assessment of whole blood and fractions by
nested PCR as a DNA source for diagnosing canine ehrlichiosis and
anaplasmosis. Scientif. World J. 2012: e605743. 2012:
[29] STRICKLAND, R.K.; GERRISH, R.R.; HOURRIGAN, J.L.;
SCHUBERT, G.O. Rickettsial and Rickettsial-like diseases. Ticks
of veterinary importance. In: Agriculture handbook no. 485.
Washington, D.C. 20402: Animal and Plant Health Inspection
Service. United States Department of Agriculture. Pp 122. 1976.
[30] VARELA, K.; BROWN, J.A.; LIPTON, B.; DUNN, J.; STANEK, D.;
BEHRAVESH, C.B.; CHAPMAN, H.; CONGER, T.H.; VANOVER,
T.; EDLING, T.; HOLZBAUER, S.; LENNOX, A.M.; LINDQUIST, S.;
LOERZEL, S.; MEHLENBACHER, S.; MITCHELL, M.; MURPHY,
M.; OLSEN, C.W.; YAGER, C.M. A Review of Zoonotic Disease
Threats to Pet Owners: A Compendium of Measures to Prevent
Zoonotic Diseases Associated with Non-Traditional Pets Such
as Rodents and Other Small Mammals, Reptiles, Amphibians,
Backyard Poultry, and Other Selected Animals. En: Vector-Borne
Zoonotic Dis. 22(6): 303–360. 2022.